栽培年限对人参根际土壤微生物活性及微生物量的影响(1)
[摘要] 采用野外采样与室内土壤培养法，对3个栽培年限人参根际土壤微生物活性及微生物量变化进行研究，为阐明人参连作障碍机制提供理论依据。结果表明，人参栽培年限增加对人参根际土壤微生物活性及微生物量的积累均有显著抑制作用。与新林地土壤(R0)相比，人参根际土壤微生物的呼吸作用，纤维素分解作用和硝化作用均被显著抑制(P<0.05)，且随人参栽培年限增加抑制作用逐渐增强。三年生人参根际土壤(R3)微生物的活性最低，R3微生物的呼吸作用比R0显著降低56.31%，纤维素分解作用比R0显著降低86.71%，硝化作用比R0显著降低90.53%。与R0相比，土壤微生物氨化作用被显著促进，且随栽培年限增加有先增强后减弱的趋势，R1，R2，R3的氨化作用强度分别比R0显著增加32.43%，80.54%，66.64%。人参根际土壤微生物量碳(SMB-C)和微生物量氮(SMB-N)含量与R0相比均呈显著减少趋势，且随人参栽培年限增加，各栽培年限土壤的SMB-C差异显著，但SMB-N的变化不明显。R3的微生物量最低，其SMB-C比R0显著降低77.30%，SMB-N比R0显著降低69.36%。人参根系分泌物积累所导致的根际微生物种类、数量与活性变化及根际土壤微生态失衡是人参连作障碍的主导因素。
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[关键词] 人参;呼吸作用;纤维素分解作用;氨化作用;硝化作用
[收稿日期] 2014-06-23
[基金项目] 国家自然科学基金项目(31270371);国家科技支撑计划项目(2011BAI03B01-02);吉林省科技发展计划重点项目(20125068)
[通信作者] 杨利民，博士，教授，博士生导师，研究方向为药用植物资源开发与利用，Tel / Fax： (0431)84533086，E-mail：ylmh777@126.com
[作者简介] 肖春萍，博士研究生，主要从事药用植物土壤微生物区系变化研究，E-mail：btxnw@163.com
土壤微生物是土壤有机与无机体转化的作用者、土壤营养物质循环重要参与者及构成土壤肥力的重要因素，它能敏感地对土壤质量变化做出响应[1]。土壤质量不仅取决于土壤系统组分、结构和理化性状，与土壤微生物活性、土壤微生物量、土壤微生物群落多样性及土壤酶活性等土壤微生物学指标也密切相关[2]。许多植物都存在不同程度的连作障碍，对连作障碍发生原因的研究多集中于连作土壤理化性状的恶化，土壤微生物群落结构和多样性的失衡及土壤酶活性的改变[3]，而从土壤微生物活性及微生物量变化角度探索连作土壤劣变原因的报道较少，不利于作物连作障碍机制的阐明。
, 百拇医药
人参Panax ginseng C. A. Mey.为五加科多年生宿根植物，是传统名贵中药材，具有重要的经济价值。人参栽培历史悠久，东北三省特别是吉林省的长白山区是我国人参主产区，黑龙江省的小兴安岭地区也有较大栽培面积。由于人参对栽培土壤质量要求很高，并且忌连作性很强，种植过人参的土地数十年不能再种植人参，导致大范围伐林栽参。这不仅造成森林资源破坏，而且成为限制人参种植业可持续发展的瓶颈。人参连作障碍问题已成为当前亟待解决的重大技术难题。国内外关于人参连作障碍的研究较多，有学者认为人参不能连作的主要原因为[4-7]：①土壤病原微生物数量增多;②土壤理化性状恶化，肥力下降;③土壤微生物区系改变;④人参根系分泌物对自身生长的影响。张连学等[8]提出“人参连作障碍主要原因在于人参根系分泌物-土壤劣变-病原微生物的相互作用”的假说。但是，有关人参根系分泌物的化感作用、微生物区系变化和土壤劣变三者间的相互作用还知之甚少，且目前尚缺乏这方面的理论研究。
近年来，常利用微生物活性及微生物量碳氮积累量的变化间接反映施肥[9]，农药[10]和抗生素[11]残留等对土壤质量的影响，而关于栽参对土壤微生物活性及微生物量的影响尚未见报道。人参长期栽培导致土壤劣变，土壤质量下降，必然引起土壤中微生物群落结构与活性的变化，但人参栽培如何引起参地土壤劣变？土壤微生物活性变化是否是人参连作障碍形成的关键作用因子？因此，本文以吉林省长白山区抚松县不同栽培年限人参根际土壤为试验对象，研究了栽培年限变化对人参根际土壤微生物的呼吸作用、纤维分解作用、氨化作用和硝化作用及微生物量碳氮积累的影响，对阐明人参根际微生物区系改变与土壤劣变间的关系及其在连作障碍形成中的地位有重要理论价值。
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1 材料与方法
1.1 采样地点的选择 采样点位于吉林省东南部长白山西麓抚松县榆树乡小西南叉(N 42°32′18.4″，E 127°08′34.7″，海拔537 m)，属中温带湿润寒冷气候，冬季漫长，寒冷，积雪深厚;夏季短促，较热;年平均气温为4 ℃，极端最低气温-44.1 ℃，极端最高气温34.8 ℃;年平均降水量为800 mm，集中于6～8月;植被类型为针阔混交林。2013年5月，于采样点采集直播一、二、三年生人参健株根际土壤(下称R1，R2，R3)，以“S型取样法”在同一地块分别选取5个样点，按人参根系分布设采样深度为0～20 cm，去除表面枯枝落叶等杂物后均匀采集距人参根约1 cm的不同栽培年限人参根际土壤。以同一地块的新林地土(伐林翻耕后待栽参土壤)为对照(下称R0)。采样点各年生人参田间管理措施一致。采集的鲜土过20目筛，每个样品保留约1 kg左右，一部分装入无菌袋中，低温运回实验室于4 ℃保存，用于土壤微生物活性测定，另一部分土壤调节至50%持水量后放入封闭干燥器内，干燥器底部放入少量水及稀碱(1 mol·L-1 NaOH，下同)，进行土壤微生物量碳氮含量测定。供试土壤均为暗棕色森林土，土壤主要理化性质见表1。
1.2 土壤微生物活性的测定[12] 土壤微生物的呼吸作用采用室内密闭培养、碱吸收滴定法测定，土壤CO2释放量表示土壤呼吸作用强度，各土壤样品每隔2 d测定1次;土壤微生物的纤维素分解作用采用埋片法测定，根据土壤培养前后布条失重百分比表示纤维分解作用的强度，各土壤样品每隔4 d测定1次;土壤微生物的氨化作用采用土壤培养，纳氏试剂显色法测定，土壤氨态氮浓度表示土壤氨化作用强弱，各土壤样品每隔3 d测定1次;土壤微生物的硝化作用采用土壤培养，格里斯试剂比色法测定，土壤亚硝酸根(NO2-)含量表示土壤硝化作用强度，各土壤样品每隔3 d测定1次。各组供试土壤样品均在人工气候箱(HPG-320H)中25 ℃培养，试验共测定7次，每次重复3次。, 百拇医药(肖春萍 杨利民 马锋敏)
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[关键词] 人参;呼吸作用;纤维素分解作用;氨化作用;硝化作用
[收稿日期] 2014-06-23
[基金项目] 国家自然科学基金项目(31270371);国家科技支撑计划项目(2011BAI03B01-02);吉林省科技发展计划重点项目(20125068)
[通信作者] 杨利民，博士，教授，博士生导师，研究方向为药用植物资源开发与利用，Tel / Fax： (0431)84533086，E-mail：ylmh777@126.com
[作者简介] 肖春萍，博士研究生，主要从事药用植物土壤微生物区系变化研究，E-mail：btxnw@163.com
土壤微生物是土壤有机与无机体转化的作用者、土壤营养物质循环重要参与者及构成土壤肥力的重要因素，它能敏感地对土壤质量变化做出响应[1]。土壤质量不仅取决于土壤系统组分、结构和理化性状，与土壤微生物活性、土壤微生物量、土壤微生物群落多样性及土壤酶活性等土壤微生物学指标也密切相关[2]。许多植物都存在不同程度的连作障碍，对连作障碍发生原因的研究多集中于连作土壤理化性状的恶化，土壤微生物群落结构和多样性的失衡及土壤酶活性的改变[3]，而从土壤微生物活性及微生物量变化角度探索连作土壤劣变原因的报道较少，不利于作物连作障碍机制的阐明。
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人参Panax ginseng C. A. Mey.为五加科多年生宿根植物，是传统名贵中药材，具有重要的经济价值。人参栽培历史悠久，东北三省特别是吉林省的长白山区是我国人参主产区，黑龙江省的小兴安岭地区也有较大栽培面积。由于人参对栽培土壤质量要求很高，并且忌连作性很强，种植过人参的土地数十年不能再种植人参，导致大范围伐林栽参。这不仅造成森林资源破坏，而且成为限制人参种植业可持续发展的瓶颈。人参连作障碍问题已成为当前亟待解决的重大技术难题。国内外关于人参连作障碍的研究较多，有学者认为人参不能连作的主要原因为[4-7]：①土壤病原微生物数量增多;②土壤理化性状恶化，肥力下降;③土壤微生物区系改变;④人参根系分泌物对自身生长的影响。张连学等[8]提出“人参连作障碍主要原因在于人参根系分泌物-土壤劣变-病原微生物的相互作用”的假说。但是，有关人参根系分泌物的化感作用、微生物区系变化和土壤劣变三者间的相互作用还知之甚少，且目前尚缺乏这方面的理论研究。
近年来，常利用微生物活性及微生物量碳氮积累量的变化间接反映施肥[9]，农药[10]和抗生素[11]残留等对土壤质量的影响，而关于栽参对土壤微生物活性及微生物量的影响尚未见报道。人参长期栽培导致土壤劣变，土壤质量下降，必然引起土壤中微生物群落结构与活性的变化，但人参栽培如何引起参地土壤劣变？土壤微生物活性变化是否是人参连作障碍形成的关键作用因子？因此，本文以吉林省长白山区抚松县不同栽培年限人参根际土壤为试验对象，研究了栽培年限变化对人参根际土壤微生物的呼吸作用、纤维分解作用、氨化作用和硝化作用及微生物量碳氮积累的影响，对阐明人参根际微生物区系改变与土壤劣变间的关系及其在连作障碍形成中的地位有重要理论价值。
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1 材料与方法
1.1 采样地点的选择 采样点位于吉林省东南部长白山西麓抚松县榆树乡小西南叉(N 42°32′18.4″，E 127°08′34.7″，海拔537 m)，属中温带湿润寒冷气候，冬季漫长，寒冷，积雪深厚;夏季短促，较热;年平均气温为4 ℃，极端最低气温-44.1 ℃，极端最高气温34.8 ℃;年平均降水量为800 mm，集中于6～8月;植被类型为针阔混交林。2013年5月，于采样点采集直播一、二、三年生人参健株根际土壤(下称R1，R2，R3)，以“S型取样法”在同一地块分别选取5个样点，按人参根系分布设采样深度为0～20 cm，去除表面枯枝落叶等杂物后均匀采集距人参根约1 cm的不同栽培年限人参根际土壤。以同一地块的新林地土(伐林翻耕后待栽参土壤)为对照(下称R0)。采样点各年生人参田间管理措施一致。采集的鲜土过20目筛，每个样品保留约1 kg左右，一部分装入无菌袋中，低温运回实验室于4 ℃保存，用于土壤微生物活性测定，另一部分土壤调节至50%持水量后放入封闭干燥器内，干燥器底部放入少量水及稀碱(1 mol·L-1 NaOH，下同)，进行土壤微生物量碳氮含量测定。供试土壤均为暗棕色森林土，土壤主要理化性质见表1。
1.2 土壤微生物活性的测定[12] 土壤微生物的呼吸作用采用室内密闭培养、碱吸收滴定法测定，土壤CO2释放量表示土壤呼吸作用强度，各土壤样品每隔2 d测定1次;土壤微生物的纤维素分解作用采用埋片法测定，根据土壤培养前后布条失重百分比表示纤维分解作用的强度，各土壤样品每隔4 d测定1次;土壤微生物的氨化作用采用土壤培养，纳氏试剂显色法测定，土壤氨态氮浓度表示土壤氨化作用强弱，各土壤样品每隔3 d测定1次;土壤微生物的硝化作用采用土壤培养，格里斯试剂比色法测定，土壤亚硝酸根(NO2-)含量表示土壤硝化作用强度，各土壤样品每隔3 d测定1次。各组供试土壤样品均在人工气候箱(HPG-320H)中25 ℃培养，试验共测定7次，每次重复3次。, 百拇医药(肖春萍 杨利民 马锋敏)